Gudovac 2009 / Rana dijagnostika Američke gnjiloće pčelinjeg legla
Utorak, 17 Ožujak 2009
RANA
DIJAGNOSTIKA AMERIČKE GNJILOĆE PČELINJEG LEGLA
Dr.sc. Ivana Tlak-Gajger, Prof.dr.sc. Zdravko Petrinec
Zavod za biologiju i patologiju riba i pčela,
Veterinarski fakultet Sveučilišta u Zagrebu
Heinzelova 55, 10000 Zagreb, e-mail:
Ova email adresa je zaštićena od spam robota, nije vidljiva ako ste isključili Javascript
SAŽETAK
Američka gnjiloća pčelinjeg legla je zarazna
bolest poklopljenog i nepoklopljenog pčelinjeg legla uzrokovana bakterijom Paenibacillus larvae. Bolest je raširena
posvuda u svijetu i nanosi velike ekonomske gubitke u pčelarstvu i gospodarstvu
pojedine zemlje.
U nepovoljnim uvjetima uzročnik stvara jako otporne spore koje zadržavaju
vitalnost više desetljeća. Zbog otpornosti spora, tvrdokornosti bolesti i
utvrđivanja u 50,00 % do 70,30% pozitivnih uzoraka saća, od ukupno dostavljenih
na pretrage na Zavod u posljednje tri godine smatramo da je nužno provoditi
ranu dijagnostiku američke gnjiloće. Na taj način bi se stručnim i detaljnim
pregledom pčelinjih zajednica na terenu, brzom i točnom ranom dijagnostikom, te
brzim i stručnim mjerama suzbijanja tijekom nekoliko godina broj bolesnih pčelinjih
zajednica od američke gnjiloće pčelinjeg legla trebao smanjiti.
Američka gnjiloća pčelinjeg legla je zarazna bolest poklopljenog i
nepoklopljenog pčelinjeg legla uzrokovana bakterijom Paenibacillus larvae (White, 1906; Genersch i
sur., 2006). Zbog visoke otpornosti spora uzročnika i posebnog načina
suzbijanja, jedna je od najtežih pčelinjih bolesti raširena posvuda u svijetu.
Uzročnik uzrokuje ugibanje pojedine zaražene ličinke, ali zbog tvrdokornosti i
infektivnosti uzročnika uvijek ugiba i cijela pčelinja zajednica (Fries i
Camazine, 2001). Bolest nanosi velike ekonomske gubitke pčelarstvu i štetu u
poljoprivrednom gospodarenju izravno gubitkom pčelinjih zajednica i neizravno,
manjom proizvodnjom pčelinjih proizvoda i smanjenim obimom oprašivanja (Williams,
1994). P. larvae je štapićasta bakterija koja u propaloj ličinki zbog nastanka nepovoljnih
uvjeta za umnažanje stvara spore. Spore su jedini infektivni oblik kojima se širi
bolest. Vrlo su otporne. Sačuvanu vitalnost, a time i sposobnost zaražavanja
imaju i nakon više desetljeća, iako im se vaibilnost postepeno smanjuje
(Shimanuki i Knox, 1994). Genersch (2007) je utvrdila postojanje četiri ERIC
serotipa koji se međusobno razlikuju oblikom (morfološki), biokemijski i
virulencijom (patogenosti), odnosno među njima postoji razlika u brzini
napredovanja bolesti, stupnju uklanjanja uginulih ličinki, broju proizvedenih
spora, brzini širenja unutar pčelinje zajednice i propadanju same pčelinje zajednice.
Također, utvrđeno je postojanje i kratkoživućih i dugoživućih spora
(Ashiralieva i Genersch, 2006). Za zarazu su primljive mlade ličinke dobi 12 do
36 sati dok uzimaju hranu (Woodrow, 1942; Woodrow i Holst, 1942; Genersch i
sur., 2005), a najosjetljivije su u starosti do 24 sata dok je za infekciju
potrebno svega desetak spora (Brodsgaard i sur.,1998). Uvjeti i raspored rada
pčela radilica unutar pčelinje zajednice su idealni za širenje bolesti. Mlade
pčele radilice najprije čiste košnicu i stanice u kojima su uginule ličinke,
prilikom čega se onečiste sporama uzročnika. Sljedećih dana te iste pčele
postanu hraniteljice mlađeg pčelinjeg legla, pa prenose spore uzročnika
bolesti. Ličinke se zaraze uzimanjem hrane onečišćene sporama uzročnika. Progutane
spore u lumenu srednjeg crijeva pčele prokliju i počnu se umnažati tek kad se u
crijevu ličinke promjeni aktualna kemijska reakcija vodikovih iona, tj. kada se
pH promjeni u kiseli. To se događa kada se ličinka prestane hraniti matičnom
mliječi i počne se hraniti mješavinom meda, peluda i vode, a to je i vrijeme
kad se ličinka ispruži, pčele je poklope i kad počinje preobrazba. Prema
dosadašnjem uvjerenju vegetativni oblici P. larvae penetriraju u epitel crijeva
procesom fagocitoze, hemolimfom se raznose po tijelu ličinke i umnažanjem uzrokuju
propadanje tkiva koje se pretvara u smeđu rastezljivu masu (Davidson, 1973). U propalom
tkivu ponovno dolazi do stvaranja velikog broja spora (Gregorc i Bowen, 1998). Međutim,
prema najnovijim rezultatima istraživanja (Genersch i sur., 2008; Yue i sur,
2008) nakon što dođe do klijanja spora P. larvae, bakterije se masovno umnažaju
u lumenu crijeva. Nakon masovne kolonizacije crijeva dolazi do lokalnog prodiranja
u stjenku crijeva između epitelnih stanica razarajući međustanične veze. Takvi
rezultati upućuju na zaključak da uspješna kolonizacija crijeva predstavlja
ključni čimbenik u patogenezi američke gnjiloće pčelinjeg legla, a prodiranje
vegetativnih oblika bakterija u epitel crijeva kritičnu točku za određivanje
vremena ugibanja ličinke. Također, zaključili su da se proces sporulacije ne
odvija isključivo u tkivu uginule ličinke, već se postepeno događa kroz cijelo
vrijeme infekcije.Do uginuća ličinke prije poklapanja stanice može doći samo
izravnim unošenjem spora uzročnika u tijelo ličinke, a to se najčešće događa
pri jakoj invaziji nametnikom Varooa destructor (Sulimanović i sur., 1995). U
odraslih pčela uzročnik ne uzrokuje nikakve promjene. Otpornost nekih sojeva
pčela na obolijevanje od američke gnjiloće temelji se na brzom pronalaženju
stanica s bolesnim ličinkama i jakom nagonu za čišćenjem prije raspadanja ličinke, čime sprečavaju klinički vidljivu
(manifesnu) bolest. Naša autohtona siva pčela ima između ostalih dobrih
uzgojnih i proizvodnih osobitosti i dobro izražen nagon za čišćenjem saća, pa
bi se selekcijskim radom moglo poboljšati prirodne osobitosti. Sumnju na bolest
moguće je postaviti na osnovu kliničkog nalaza pri pregledu pčelinje zajednice,
a sigurnu dijagnozu postavlja se nalazom spora uzročnika u propalim ličinkama određenim
laboratorijskim metodama, u za to specijaliziranim laboratorijima. Klinički vidljivi
znakovi bolesti su nepravilno raspoređeno poklopljeno i nepoklopljeno leglo, a poklopci
naborani, udubljeni i s rupicama nepravilno izgriženih rubova jer pčele
pokušavaju skinuti promijenjene poklopce. Ličinka mijenja izgled i
konzistenciju, boja se mijenja u smeđu, postaje ljepljiva i rastezljiva, a starenjem
procesa se suši i prilijepi za dno stanice saća. Nakon dva mjeseca masa propale
ličinke je potpuno osušena, pa stanica izgleda prazna. Zavod za biologiju i
patologiju riba i pčela Veterinarskog fakulteta Sveučilišta u Zagrebu je ovlašteni
laboratorij za utvrđivanje američke gnjiloće u Republici Hrvatskoj (Anon,
2008). Iz evidencije Zavoda sastavili smo tablicu (Tablica 1) u kojoj su
prikazani broj i postotak pozitivnih i za laboratorijske pretrage neprikladnih
uzoraka saća po godinama dostavljenih u razdoblju od 1998. Do 2008. god. Uz
najmanji postotak pozitivnih nalaza 2004. god. (21,93%) utvrđen je najveći
postotak uzoraka neprikladnih za laboratorijske pretrage (59,65%). Iako je
tijekom našeg istraživačkog razdoblja postotak iznosio od 21,93% do
78,94%.(Tlak Gajger i Matašin, 2008), visoki postotak pozitivnih nalaza posljednje
tri godine pobudio je razmišljanja o potrebi posvećivanja veće pažnje i
uključivanja dr. vet. med. u utvrđivanje američke gnjiloće na terenu, a zatim
određenim programom i propisanim mjerama suzbijanje američke gnjiloće. Također,
na pretrage je pristigao velik broj uzoraka koji su neprikladni za izvođenje
laboratorijskih pretraga (saće s medom, nepoklopljene stanice saća, vrlo mali uzorci
bez ijedne poklopljene stanice, nepravilna ambalaža, itd.), zbog čega je bilo
nemoguće izvršiti pretrage.
Ukoliko veterinar prilikom kliničkog pregleda
posumnja na bolest, mora uzeti službeni uzorak saća s poklopljenim pčelinjim
leglom, te ga poslati na laboratorijsku pretragu u ovlašteni dijagnostički
laboratorij. Svaki službeni uzorak mora biti uzet iz svake pojedine sumnjive pčelinje
zajednice, veličine 10 x 10 cm, na kojem su dobro vidljivi znaci bolesti i
treba biti umotan u zrakopropusnu ambalažu. Na pčelinjacima za uzgoj i prodaju
matica potrebno je tijekom proljeća i jeseni klinički pregledati sve pčelinje
zajednice, te iz zajednica sumnjivih na bolest uzeti uzorak poklopljenog
pčelinjeg legla i poslati ga na laboratorijsku pretragu.Zbog visoke
kontagioznosti, visoke letalnosti za cijelu pčelinju zajednicu i teškog suzbijanja
bolesti vrlo je važno razviti vjerodostojnu metodu kultiviranja uzročnika P.
larvae za njeno utvrđivanje prije razvitka bolesti, a time i prije njenog
širenja. U nekim zemljama provodi se rana dijagnostika američke gnjiloće
pčelinjeg legla. Smatra se da rutinsko prikupljanje i analiziranje uzoraka može
biti dio učinkovitog programa za rano dijagnosticiranje i uspješno suzbijanje
američke gnjiloće pčelinjeg legla na nekom području. Poznato je da se spore P.
larvae može utvrditi dvije do tri godine prije manifesnog izbijanja bolesti,
odnosno prije uočavanja klinički vidljivih znakova bolesti (Nordström i Fries,
1995; Titera i Haklova, 2003). Prikladni uzorci za utvrđivanje uzročnika u
svrhu rane dijagnostike su med, odrasle pčele, vosak, te zimski ostaci na dnu
košnice. Redovitim godišnjim pretragama navedenih uzoraka iz košnice može se
otkriti izvor zaraze prije nego pčelinje zajednice obole, a pretrage mogu
služiti i kao potvrda uspješno obavljene sanacije bolesti.
UZORAK: MED
Uzorci meda se uzimaju iz stanica saća koje
okružuju stanice s leglom jer taj med predstavlja dio hrane za mlađe leglo.
Uzorci se mogu pohraniti na +4°C do ispitivanja. Može se uzeti skupni uzorak
koji se sastoji od najviše 15 uzoraka meda iz različitih košnica jednog
pčelinjaka. Preporuča se stavljati najviše šest uzoraka jer se dobije
precizniji nalaz. Idealna veličina uzorka meda je 100g u nepropusnoj plastičnoj
vrećici. Potrebno je za svaku košnicu koristiti novu žlicu za struganje meda da
se spriječi mogućnost prenošenja spora u drugu košnicu. Također, korištene
žlice je potrebno spakirati i odložiti na mjesto gdje pčele neće moći doći do
ostataka meda. Svaki uzorak se mora označiti i napisati popratni dopis koji
sadrži: ime vlasnika, adresu, datum uzorkovanja, ime uzrokovatelja, ime i
adresu pčelinjaka, te broj košnica. Nakon dopremanja u laboratorij vrećice s
medom se objese što omogućava djelićima voska da isplivaju na površinu te se na
taj način odvoje od meda. Zatim se prereže kut vrećice i sačeka dok se med ne
iscijedi u posudu za uzorkovanje zapremine 50 ml. Iako je za izvođenje pretrage
dovoljno 10 g meda, uzima se 60 - 70 g meda jer je veći uzorak
reprezentativniji za utvrđivanje broja spora (Traynor, 2008). Zbog mogućnosti
infekcije pčelinjih zajednica različitim serotipovima P. larvae, od kojih neke
rastu brže a neke sporije inkubiranje se provodi kroz sedam dana. Uzorci se
dobro promiješaju, doda se sterilna voda tako da dobijemo 50% otopinu meda i
zagriju na 40°C zbog lakše homogenizacije. Zatim se izvrši pasterizacija
uzoraka meda da bi se eliminirali kvasci, gljivice i vegetativni oblici drugih
bakterija, te se uzorak ostavi na sobnoj temperaturi da se ohladi. Od tako pripremljenog
uzorka uzima se 80μl (po ploči) i rasprši se po površini krute hranjive podloge
u tankom sloju, uz pomoć staklenog štapića svinutog u obliku trokuta kojeg se
prije upotrebe opali na plamenu. Za svaki uzorak nasađuju se tri ploče, a
inkubira se na 37°C kroz sedam dana (Neuendorf i sur., 2004). Broj izraslih
bakterijskih kolonija izračunava se kao srednja vrijednost tri ploče istog
uzorka. Izrasle bakterijske kolonije se identifi ciraju prema morfološkim osobinama (izgled, boja i površina kolonija),
biokemijskim (katalaza i Plagemann test), te molekularnim (PCR) metodama za
konačnu potvrdu. Također, moguće je jednu koloniju s ploče presaditi na
Columbia kosi agar, te inkubirati pri istim uvjetima. Već nakon tri dana u
tekućem dijelu na dnu tubice uočavaju se isprepleteni bičevi P. larvae
(mikroskop s faznim kontrastom). Ukoliko se utvrdi niski broj spora to nam
ukazuje na izvor zaraze u blizini, pa se sakupe uzorci sa susjednih pčelinjaka,
te rade pojedinačne pretrage dok se ne utvrdi izvor zaraze.Prilikom
interpretacije rezultata može se utvrditi više stupnjeva infekcije (Traynor,
2008):
Uzorci meda su posebno prikladni za provođenje
monitoringa američke gnjiloće na manjim područjima i pojedinačnim pčelinjacima,
jer ukoliko pretražujemo veliko područje u kojem imamo nisku infekciju sporama
možemo dobiti krivo interpretirani nalaz.
UZORAK: ODRASLE PČELE
Prilikom kliničkog pregleda pčelinjih
zajednica uzima se po 50 komada pčela iz svake zajednice i stavlja se u jedan
skupni uzorak koji predstavlja cijeli pčelinjak. Uzimaju se žive pčele i to na
letu, na saću s leglom i na saću ispunjenim medom. Nakon dopremanja u laboratorij
pčele se pothlade u zamrzivaču i zgnječe uz dodatak sterilne vode (2:1). Zatim se
uzorci centrifugiraju u svrhu odvajanja i taloženja dijelova pčela i debrisa.
Za daljnju pretragu uzima se supernatant (tekući dio) kojeg zagrijavamo na 90°C
kroz 6 - 10 minuta da bi sigurno eliminirali prisutne kvasce, gljivice i vegetativne
oblike ostalih bakterija. Iz tako pripremljene suspenzije uzima se po 90μl i
koristi za nasađivanje na krutu hranjivu podlogu. Za svaki uzorak nasađuju se
tri ploče, a inkubira se na 37°C kroz sedam dana (Lindström, 2008). Izrasle
bakterijske kolonije se identifi ciraju
morfološkim (izgled, boja i površina kolonija), biokemijskim (katalaza i
Plagemann test), te molekularnim (PCR) metodama za konačnu potvrdu. Ukoliko je
broj izraslih kolonija na ploči veći od 500, uzorak se serijski razrjeđuje što
osigurava optičku gustoću i mogućnost brojenja zasebnih kolonija. Prema Lindströmu
(2008) jedna klinički vidljivo oboljela ličinka u stanici saća upućuje na oko
11% pozitivnih pčela u pčelinjoj zajednici, a prema tome 40 promijenjenih
stanica upućuje na 99% pčela pozitivnih na prisustvo P. larvae. Također, kako
raste broj pozitivnih pčela unutar košnice, tako se povećava broj izdvojenih
spora iz pojedine pčele. Metoda rane dijagnostike kultivacijom spora P. larvae
iz odraslih pčela informira nas o trenutačnom stanju broja i rasporeda spora
unutar pojedine košnice.
UZORAK: VOSAK
Metoda je prilagođena za uzorke voska, a
modifi kacija metode je izvedena iz one
za uzorke meda. Uzorke voska uzimamo prilikom vrcanja meda ili pak tijekom
pregledavanja pčelinjih zajednica izravno iz košnica. Vosak za pretragu mora
biti otopljen u nekom organskom otapalu, npr. eteru. Zatim se vosak miješa s sterilnom
vodom u omjeru 1:10. Nakon homogeniziranja uzorci voska se pasteriziraju u
vodenoj kupelji na temperaturi od 90°C kroz 6 minuta da se eliminiraju ostali
vegetativni oblici mikroorganizama. Dodaje se eter (dietil-eter:voda = 1:9) i
dobro se promiješa tresući uzorak kroz par minuta, te se vraća u kupelj. Nakon
2 - 3 minute vadimo posudice s uzorcima, a u ovom slučaju spore se nalaze u talogu.
Za nasađivanje na krutu hranjivu podlogu koristi se talog, a postupak je jednak
onome s medom. U vosku se utvrđuje manji broj spora (oko 100 spora/g voska)
nego u ostalim uzorcima iz iste košnice (Ritter, 2003).
UZORAK: ZIMSKI OSTACI NA PODNICI
KOŠNICE
Uzorci se uzimaju zimi (siječanj/veljača) na
način da se izvadi papirnata podloška koju smo postavili pred uzimljavanje
pčela na podnicu košnice, te se zajedno s ostacima voska na njemu umota i
stavlja u kartonsku zrakopropusnu tubu u kojoj se transportira do laboratorija.
Prije izvođenja pretrage pokupe se dostavljeni ostaci voska s podnice u
količini od najmanje 1,5g. Postoji mogućnost pretraživanja skupnog uzorka iz 15
pčelinjih zajednica istog pčelinjaka, a u slučaju pozitivnog nalaza pretraga se
ponavlja za svaku pojedinu ispitivanu zajednicu. Ta količina ostataka se otopi
u organskom otapalu (npr. toulen), te se 2 ml tekućeg dijela izmiješa s 0,7% NaCl
- a. Dobro se protrese da bi homogenizirali uzorak i izravno se nasađuje na krutu
hranjivu podlogu uz dodatak nalidiksične kiseline za supresiju rasta ostalih
mikroorganizama (Titera i Haklova, 2003). Svaki uzorak se nasađuje na tri
ploče, inkubacija traje sedam dana kada se očitavaju rezultati. Izrasle bakterijske
kolonije se identifi ciraju morfološkim
(izgled, boja i površina kolonija), biokemijskim (katalaza i Plagemann test), te
molekularnim (PCR) metodama za konačnu potvrdu. Opisana metoda je prikladna za
brzo otkrivanje zdravih zajednica na praćenom području što olakšava i smanjuje
broj pčelinjih zajednica koje se moraju klinički pregledati, odnosno pozitivne
neškodljivo ukloniti. Ova metoda je jeftina i istovremeno izvrstan indikator
infekcije pčelinjih zajednica sporama P. larvae. Na svim pčelinjacima na kojima
su utvrđeni pozitivni nalazi prisutnosti P. larvae iz uzoraka bilo kakvog
materijala iz košnice treba se klinički pregledati sve pčelinje zajednice i
ponoviti pretragu svake pojedine košnice ukoliko se prethodno ispitivao skupni
uzorak. Za izvođenje svake pretrage uz tri ploče na koje nasađujemo ispitivani
uzorak moramo imati i pozitivne i negativne kontrolne skupine. Ako na
negativnoj ploči nešto izraste, odnosno na pozitivnoj kontroli ne izraste to
nas upućuje na nepravilnosti u postupku i postupak treba ponoviti. Postoji više
vrsta hranjivih podloga za kultivaciju P. larvae, a odabir ovisi o namjeni
(Columbia blood agar, sheep blood agar, PLA, MYPGP, brain - heart infusion agar
+ tiamin, J-agar).
Bolest je od interesa za RH, a suzbija se sukladno važećim normativnim aktima:
Naredba o izmjenama Naredbe o mjerama zaštite životinja od zaraznih i
nametničkih bolesti i njihovom fi nanciranju u 2008. godini (N.N. 10/08) i Pravilnik o mjerama suzbijanja
i iskorjenjivanja pčelinjih bolesti (N.N. 114/04). Napominjemo da je američka
gnjiloća pčelinjeg legla pobrojana na B listi prenosivih zaraznih bolesti koje
su od socio - ekonomskog i opće zdravstvenog značaja sukladno s međunarodnim
propisima o životinjskom zdravlju Međunarodnog ureda za epizootije, te da su
sve naše zakonske odredbe sukladne navedenim međunarodnim propisima.
Za liječenje pčelinjih bolesti, pa tako i američke gnjiloće u EU i RH zabranjena
je upotreba antibiotika. Razlozi su mogućnost razvoja rezistencije pčela na
upotrebljavane kemoterapeutike, prikrivanje bolesti, mogućnost pojave recidiva,
te ostataka štetnih tvari (rezidua) antibiotika ili njihovih sekundarnih
metabolita u pčelinjim proizvodima (Miyagi i sur., 2000; Bogdanov, 2006), te
mogućih posljedica za zdravlje ljudi. Da bi se zaštitilo zdravlje ljudi koji
konzumiraju med, posebno vrijednu namirnicu životinjskog podrijetla nužna je
dobra i stručna suradnja pčelara i veterinarske struke. Tretiranjem
antibioticima djeluje se samo na vegetativne oblike bakterija, pa tako
izazivamo prikrivanje bolesti jer spore su jedini infektivni oblik, a vrlo
često pojavljuju se recidive bolesti. Širenjem spora po košnici ugiba sve više
pčelinjih ličinaka, te zajednica ostaje bez novih generacija mladih pčela koje
bi nadomjestile pčele skupljačice. Posljedično tome smanjuje se broj pčela čistačica i obim higijenskog ponašanja, a
uginule ličinke u stanicama saća dovode do opsežnih infekcija i slabljenja
zajednica.U većini zemalja se primjenjuju radikalne mjere koje se odnose na
uništavanje žarišta, spaljivanjem zaraženog pčelinjeg legla i kontaminiranog
pčelarskog pribora (spore su utvrđene 3 mm duboko u drvenim dijelovima košnice)
što također uzrokuje nastanak velikih ekonomskih šteta gospodarstvu pojedine
zemlje. Smatramo da bi se stručnim i detaljnim pregledom pčelinjih zajednica na
terenu, brzom i točnom ranom dijagnostikom kaoorijentacionom metodom, te brzim
i stručnim mjerama suzbijanja tijekom nekoliko godina broj bolesnih pčelinjih
zajednica od američke gnjiloće pčelinjeg legla trebao smanjiti.
LITERATURA
1. ANON
(2004): Pravilnik o mjerama suzbijanja i iskorjenjivanja pčelinjih bolesti.
N.N. 114/04.
2. ANON (2008): Naredba o izmjenama
Naredbe o mjerama zaštite životinja od zaraznih i nametničkih bolesti I njihovom
fi nanciranju u 2008. godini. N.N. 10/08.
3. ASHIRALIEVA, A., E. GENERSCH (2006):
Reclassifi cation, genotypes and virulence
of Paenibacillus larvae, the etiological agent of American foulbrood in
honeybees - a review. Apidologie 37, 411 - 420.
4. BOGDANOV, S. (2006): Contaminants of
bee products. Apidologie 37, 1 - 18.
5. BRODSGAARD, C., W.RITTER, H. HANSEN
(1998): Response of in vitro reared honey bee larvae to various doses of
Paenibacillus larvae larvae spores. Apidologie 29, 1 - 10.
6. DAVIDSON, E. W. (1973):
Ultrastructure of American foulbrood disease pathogenesis in larvae of the
worker honey bee, Apis mellifera. J. Invertebr. Pathol. 21, 53 - 61.
7. FRIES, I., S. CAMAZINE
(2001):Implications of horizontal and vertical pathogen transmission or honey
bee epidemiology. Apidologie 32, 199 - 214.
8. GENERSCH, E. (2007): Paenibacillus
larvae and American foulbrood in honeybees. Berl. Munch. Tierarztl. Wschr. 120:
26-33.
9. GENERSCH, E., A. ASHIRALIEVA, I.
FRIES (2005): Strain- and genotiype- specifi c differences in virulence of Paenibacillus larvae subsp. larvae, the
causative agent of American foulbrood disease in honey bees. Appl. Environ.
Microbiol. 71, 7551 - 7555.
10. GENERSCH, E., E. FORSGREN, J.
PENTIKÄINEN, A. ASHIRALIEVA, S. RAUCH, J. KILWINSKI, I. FRIES (2006):
Reclassifi cation of Paenibacillus larvae
subsp. pulvifaciens and Paenibacillus larvae subsp. larvae as Paenibacillus
larvae without subspecies classifi cation. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 56, 501 - 511.
11. GENERSH, E., M. NORDHOFF, A.
FÜNFHAUS, A. ASHIRALIEVA, L.H. WEILER (2008): News about Paenibacillus larvae.
Book of abstracts EurBee3, Belfast, 41.
12. GREGORC, A., I. D. BOWEN (1998):
Histopathological and histochemical changes in honeybee larvae Apis mellifera
L. after infection with Bacillus larvae, the causative agent of American
foulbrood disease. Cell Biol. Int. 22, 137 - 144.
13. LINDSTRÖM, A. (2008): Distribution
of Paenibacillus larvae spores among adult honey bees (Apis mellifera) and the
relationship with clinical symptoms of american foulbrood. Microb. Ecol. 56,
253 - 259.
14. MIYAGI, T., C. Y. S. PENG, R.Y.
CHUANG, E. C. MUSSEN, M. S. SPIVAK, R. H. DOI (2000): Verifi cation of oxytetracycline - resistant
American foulbrood pathogen Paenibacillus larvae in United States. Journal pf Invertebrate
Pathology 75, 95 - 96.
15. NORDSTRÖM, S., I. FRIES (1995): A
comparison of media and cultural conditions for identifi cation of Bacillus larvae in honey. J. Apicult.Res. 34, 97 - 103.
16. RITTER, W. (2003): Early detection
of American foulbrood by honey and wax analysis. Apiacta 38, 125 - 130.
17. SHIMANUKI, H., D. KNOX (1994):
Susceptibility of Bacillus larvae to Terramycin. American Bee Journal 134, 125
- 126.
18. SULIMANOVIĆ, Đ., LJ. ZEBA, J. MARKOVIĆ (1995): Prepoznavanje i suzbijanje
pčelinjih bolesti. PIP. Zagreb.
19. TITERA, D., M. HAKLOVA (2003):
Detection method of Paenibacillus larvae larvae from beehive winter debris.
Apiacta 38, 131 - 133.
20. TLAK GAJGER, I., Ž. MATAŠIN (2008):
Prilog poznavanju američke gnjiloće pčelinjeg legla - dijagnostika i suzbijanje.
Zbornik radova 5. PČELARSKI DANI; Vinkovci, 27 - 32.
21. TRAYNER., K.S. (2008): American
foulbrood: How to discover AFB before clinical symptoms? American Bee Journal
148, 10, 913 - 916.
22. WHITE, G. F. (1906): The bacteria of
the apiary with special reference to bee disease. USDA, Bureau of Entomology,
Technical Series 14, 1 - 50.
23. WILLIAMS, I. H. (1994): The
dependence of crop production within the European Union on pollination by honey
bees. Agricul. Sci. Rev. 6, 229 - 254.
24. WOODROW, A. W. (1942):
Susceptibility of honeybee larvae to individual inoculations with spores of
Bacillus larvae. J. Econ. Entomol. 35, 892 - 895.
25. WOODROW, A. W., E. C. HOLST (1942):
The mechanism of colony resistance to American foulbrood. J. Econ. Entomol. 35,
327 - 330.
26. YUE, D., M. NORDHOFF, H. LOTHAR, E.
GENERSCH (2008): Fluerescence in situ hybrization (FISH) analysis of the
interactions between honeybee larvae and Paenibacillus larvae, the causative
agent of American foulbrood of honeybees (Apis mellifera). Environmental
Microbiology 10, 1612 - 1620.
